celda de schwann | Grupo de moldes médicos de Taiwán

Scientific Reports volumen 13, número de artículo: 11932 (2023) Citar este artículo

505 Accesos

1 altmétrica

Detalles de métricas

El quitosano tiene varios efectos de regeneración de tejidos. Este estudio fue diseñado para investigar el efecto de regeneración nerviosa del conducto nervioso (CCN) de hidrogel de quitosano-colágeno encapsulado en células de Schwann (SC) trasplantado en un modelo de rata con defecto del nervio ciático. Preparamos un CCN que consta de una capa externa de hidrogel de quitosano y una capa interna de hidrogel de colágeno para encapsular las células deseadas. Las ratas con un defecto del nervio ciático de 10 mm fueron tratadas con SC encapsuladas en CCN (CCN+), CCN sin SC (CCN-), tubo de silicona encapsulado en SC (silicona+) y trasplante de nervio autólogo (auto). Los análisis histológicos y de comportamiento indicaron que la recuperación funcional motora, el recrecimiento axonal y la mielinización del grupo CCN+ fueron superiores a los de los grupos CCN− y silicona+. Mientras tanto, los grupos CCN− y silicona+ no mostraron diferencias significativas en la recuperación de la función motora y la restauración histológica del nervio. En conclusión, el CCN encapsulado en SC tiene un efecto sinérgico sobre la regeneración de los nervios periféricos, especialmente el crecimiento axonal y la remielinización de los SC del huésped. En la fase temprana después del trasplante, los CCN encapsulados en SC tienen un efecto positivo en la recuperación. Por lo tanto, el uso de CCN encapsulados en SC puede ser un enfoque prometedor para defectos masivos de los nervios periféricos.

La reparación de nervios sin tensión es una técnica de sutura estándar para los casos en los que los nervios periféricos cortados están coaptados1. El autotrasplante de nervio es el estándar de oro para el tratamiento si los dos muñones nerviosos tienen un espacio grande y no se pueden lograr suturas sin tensión2. Sin embargo, el autotrasplante de nervios tiene desventajas, como la morbilidad del sitio donante y el tiempo prolongado de operación3,4,5. Para abordar estos problemas, recientemente se han desarrollado conductos nerviosos artificiales. Idealmente, los materiales para los conductos nerviosos artificiales no deberían tener efectos adversos sobre la regeneración nerviosa durante el proceso de degradación6.

El componente básico del quitosano es la quitina, un polímero de cadena larga de N-acetilglucosamina obtenido de los exoesqueletos de los artrópodos. La quitina es el segundo polisacárido natural más abundante después de la celulosa7. La forma desacetilada de la quitina es el quitosano y puede producirse a bajo costo mediante hidrólisis alcalina de la quitina8. El quitosano ha sido un material atractivo para aplicaciones de curación de heridas desde la década de 1980 debido a sus propiedades biológicas, incluidas la biocompatibilidad, la biodegradabilidad y la toxicidad baja o nula9. Sin embargo, el quitosano es un material relativamente nuevo en el campo de la regeneración de nervios periféricos10. Anteriormente se degradaba completamente in vivo y no liberaba metabolitos tóxicos que pudieran dañar el proceso de regeneración nerviosa durante la degradación8. Por el contrario, se ha informado que los metabolitos de degradación del quitosano promueven la regeneración axonal11,12. En estudios con animales, los conductos nerviosos artificiales de quitosano estimularon la regeneración nerviosa13,14. En ensayos clínicos controlados aleatorios, la recuperación de una lesión del nervio periférico en el dedo fue mejor con un conducto nervioso artificial de quitosano que con suturas simples15. Reaxon® (Medovent GmbH, Mainz, Alemania) fue el primer conducto nervioso artificial de quitosano lanzado en junio de 2014.

A pesar de los notables avances en los conductos nerviosos artificiales, los injertos de nervios artificiales todavía se recomiendan clínicamente para defectos de los nervios de los dedos de hasta 30 mm16, y el autotrasplante de nervios sigue siendo el estándar de oro para el tratamiento de defectos extensos de los nervios periféricos17. El injerto de nervio artificial sigue siendo inferior al trasplante de nervio autólogo para defectos masivos de nervios periféricos por varias razones, incluida la falta de factores neurotróficos, puentes de matriz de fibrina y células de Schwann (SC)18,19,20. Para superar estos inconvenientes, varios estudios han intentado mejorar los resultados del injerto de nervio artificial. Estos estudios encontraron que la hibridación de materiales de conductos nerviosos artificiales era beneficiosa para la restauración de los nervios. También se informó que el quitosano promueve el tratamiento de regeneración nerviosa para defectos nerviosos cuando se hibrida con colágeno, ácido poliglicólico y ácido polilactida utilizando las ventajas de estos materiales13,21,22. Los conductos nerviosos artificiales actúan como un sistema de administración al agregar células como SC o factores de crecimiento como el factor de crecimiento nervioso (NGF), el factor neurotrófico derivado de la línea de células gliales (GDNF) y el factor de crecimiento de fibroblastos (FGF), y los factores liberados de los conductos estimulan la regeneración nerviosa23,24,25. Además, células específicas como las SC, las células madre mesenquimales y las células madre pluripotentes inducidas se encapsulan dentro de conductos nerviosos artificiales para estimular la regeneración nerviosa14,26,27.

Anteriormente propusimos una técnica para producir un tubo de colágeno de hidrogel de doble capa, es decir, un conducto nervioso artificial de hidrogel heterogéneo de doble capa con una capa externa de hidrogel de quitosano y una capa interna de hidrogel de colágeno, que podría encapsular células para mejorar el nervio periférico. restauración con soporte celular28. Aplicamos esta tecnología para fabricar conductos nerviosos de hidrogel de quitosano-colágeno (CCN), con una capa externa de hidrogel de quitosano y una capa interna de hidrogel de colágeno, que podrían encapsular células para mejorar la restauración de los nervios periféricos con soporte celular29. Los resultados mostraron que el CCN encapsulado en SC indujo el recrecimiento axonal in vitro29. El presente estudio tuvo como objetivo evaluar la eficacia de los CCN encapsulados en SC en la regeneración de nervios periféricos y la recuperación funcional in vivo.

Este experimento fue aprobado (número de aprobación 17024) por el Comité Institucional de Uso y Cuidado de Animales de la Universidad de Keio (Tokio, Japón). El estudio cumplió con las pautas ARRIVE y todos los métodos siguientes se realizaron de acuerdo con las pautas y regulaciones pertinentes.

En total, se utilizaron tres ratas Sprague-Dawley (SD) de 6 semanas de edad (Sankyo Labs, Tokio, Japón) para el aislamiento y cultivo de SC, que se realizaron según los métodos descritos por Morrisey et al.30 y Meijs et al. .31. Brevemente, las ratas fueron anestesiadas profundamente con una inyección intraperitoneal de clorhidrato de medetomidina (0,375 mg/kg), midazolam (2 mg/kg) y butorfanol (2,5 mg/kg). Se realizó una incisión cutánea longitudinal dorsal en el área de los glúteos y se expuso el nervio ciático dividiendo el músculo glúteo. El nervio ciático se extirpó y se colocó en un plato de cultivo de plástico que contenía medio (medio Eagle modificado por Dulbecco [DMEM] [Nacalai Tesque, Kyoto, Japón] con alto contenido de glucosa, suplementado con suero bovino fetal [FBS] al 10% y penicilina y estreptomicina al 0,5%). , y el epineuro se extrajo cuidadosamente utilizando microfórceps. Los explantes se transfirieron a una nueva placa de cultivo de plástico que contenía el medio y se incubaron a 37 °C en una atmósfera de CO2 al 5 %.

La predegeneración se realizó en la placa de cultivo; el medio se cambió cada 2 a 3 días y la placa de cultivo se cambió una vez por semana. Después de 2 semanas, los explantes se cortaron en rodajas de 1 mm y se digirieron con Accutase® (Nacalai Tesque, Kyoto, Japón) a 37 °C durante 60 min. A los explantes digeridos se les añadió suero de caballo y se trituraron con una pipeta. La solución que contenía las células se centrifugó a 1000 rpm durante 5 min y se desecharon los sobrenadantes. Los sedimentos celulares se resuspendieron en medio de cultivo (DMEM suplementado con 10 % de FBS, 2 µmol/l de forskolina [Sigma, MO, EE. UU.], 50 ng/ml de FGF-2 [ReproTech, MO, EE. UU.], 2 nmol/l de heregulina [ ReproTech, MO, EE. UU.], y penicilina y estreptomicina al 0,5%). Las células se sembraron en placas de cultivo de plástico recubiertas con polilisina y se incubaron a 37 °C en una atmósfera de CO2 al 5 %. El medio de cultivo se cambió cada 2 a 3 días y las células cultivadas se pasaron hasta la confluencia.

Para analizar la supervivencia de las células trasplantadas in vivo, las células cultivadas se infectaron con lentivirus para expresar ffLuc32, una proteína de fusión de una proteína de fluorescencia verde (modificada de Venus) y luciferasa 2, el día 2 en P2. Las células se expandieron hasta tres pases y se utilizaron para los experimentos posteriores.

Las características de las SC cultivadas se evaluaron mediante inmunocitoquímica. Las células se transfirieron a cámaras de vidrio con fondo de plástico de 8 pocillos recubiertas de polilisina en el paso 3 y se cultivaron en el medio de cultivo durante 7 días. Luego, las células se fijaron con paraformaldehído (PFA) al 4%, se lavaron con solución salina tamponada con fosfato (PBS, 0,1 M) y se bloquearon con tampón de bloqueo (Nacalai Tesque, Kyoto, Japón) durante 60 minutos a temperatura ambiente. Luego, las células se lavaron con PBS 0,1 M y se incubaron durante la noche a 4 °C con una solución que contenía S-100 (Dako Denmark A/S, Glostrup, Dinamarca), Thy-1 (Novus Biologicals, CO, EE. UU.) y SOX- 10 (Proteintech, IL, EE. UU.) como anticuerpos primarios. Las células se lavaron con PBS 0,1 M y se incubaron con los anticuerpos secundarios durante 1 hora a temperatura ambiente. Las células se observaron bajo un microscopio de fluorescencia (BZ9000, Keyence, Osaka, Japón).

Los CCN utilizados en este estudio tenían una capa externa de hidrogel de quitosano (diámetro interno: 2,5 mm; diámetro externo: 3,5 mm) y una capa interna de hidrogel de colágeno (diámetro interno: 2,0 mm; diámetro externo: 2,5 mm) (Fig. 1a ,b). Los CCN se fabricaron como se describió anteriormente28,29. El conducto se produjo mediante dos sencillos pasos de moldeo. La capa de quitosano se fabricó usando un molde de dos capilares de vidrio de diferentes diámetros (capilar de vidrio exterior: tubo de vidrio hueco de 3,5 mm de diámetro interior; capilar de vidrio interior: varilla de vidrio sólida de 2,5 mm de diámetro). Se ensamblaron dos capilares de vidrio para la capa de quitosano para que sirvieran como moldes, y la solución ácida previa al gel de quitosano se inyectó en el espacio interior del molde usando una jeringa. Luego se colocó el molde en una solución de hidróxido de sodio para neutralizar y solidificar el quitosano. Después de 4 días, se retiró el molde para recoger el tubo de hidrogel de quitosano.

Características del CCN. (a) El concepto de nuestro conducto nervioso de hidrogel de quitosano-colágeno (CCN). En este estudio, la luz interna tiene 2,0 mm de diámetro y el espesor de las capas de quitosano y colágeno es de 0,5 mm y 0,25 mm, respectivamente. Las células de Schwann están encapsuladas en la capa interna a 1,0 × 104 células/tubo. (b) Una imagen del CCN antes del trasplante. (c) Una imagen del CCN después del trasplante de un nervio ciático.

Se fabricó una capa de colágeno en tubos de hidrogel de quitosano utilizando un procedimiento similar. El tubo de hidrogel de quitosano se colocó en un tubo de vidrio hueco como capilar de vidrio externo y se ensambló una varilla de vidrio de 2 mm de diámetro como capilar de vidrio interno para la capa de colágeno en el interior. Se inyectó una solución de pregel de colágeno suspendido en células (Koken, Tokio, Japón) y alginato (Wako, Osaka, Japón), ajustada a una concentración de aproximadamente 5,0 x 105 células/ml, en el espacio interior del molde utilizando una jeringa. . Posteriormente, el molde se incubó a 37 °C para solidificar la solución de colágeno. Finalmente, se retiró el capilar de vidrio para obtener el CCN con aproximadamente 1,0 × 104 células. Los tubos de silicona (Tigers Polymer Corporation, Osaka, Japón: 2 mm de diámetro interior, 3 mm de diámetro exterior) utilizados en este estudio se esterilizaron en autoclave a 121 °C durante 20 minutos. La longitud tanto del conducto nervioso como del tubo de silicona fue de 12 mm, y cada uno de ellos se llenó con 1,0 × 104 SC cultivadas.

Se utilizaron cuarenta ratas SD macho de 6 semanas de edad para el trasplante. El nervio ciático izquierdo quedó expuesto de la misma manera que arriba. Se resecó el nervio ciático en la mitad del muslo y se reparó su separación fijando los muñones nerviosos 1 mm dentro del extremo de un tubo usando una sutura de colchonero horizontal de monofilamento de nailon 9-0 en cada extremo, dejando un margen de 10 mm. espacio entre muñones. Las ratas fueron asignadas a cuatro grupos: (1) CCN con SC (grupo CCN+, n = 10 ratas); (2) CCN sin SC (grupo CCN−, n = 10 ratas); (3) tubo de silicona con SC (grupo silicona+, n = 10 ratas) y (4) autoinjerto (grupo auto, n = 10 ratas). En el grupo auto, se reconstruyó un espacio de 10 mm girando el nervio resecado y uniendo el nervio resecado. Todos los procedimientos se realizaron bajo un microscopio quirúrgico (Fig. 1c). Para rastrear las SC trasplantadas in vivo, se inyectó por vía intraperitoneal el sustrato de luciferasa d-luciferina (Sumisho Pharma International Corporation, Tokio, Japón) en las ratas de los grupos CCN+ y silicona (0,3 mg/g de peso corporal). Se utilizaron un espectro de sistema de imágenes in vivo (IVIS) y un sistema de imágenes macroscópicas ópticas CCD (Caliper Life Sciences, MA, EE. UU.) para medir el espectro de emisión de las células trasplantadas en ambos grupos.

Se realizó un análisis de la trayectoria de caminata cada 2 semanas después de la operación para evaluar la restauración de la función motora del nervio ciático en las 40 ratas. Después de la operación, las ratas se colocaron en la cinta rodante y se escanearon sus huellas utilizando el sistema DigiGait (Mouse Specifics, MA, EE. UU.). El índice funcional ciático (SFI) se calculó utilizando la siguiente fórmula33: SFI = 118,9 ([ETS − NTS]/NTS) − 51,2 ([EPL − NPL]/NPL) − 7,5 (ETS: extensión experimental de los dedos del pie, NTS: dedo normal extendido, EPL: longitud de impresión experimental, NPL: longitud de impresión normal).

A las 12 semanas después del trasplante, en el centro mismo de los nervios ciáticos regenerados entre los sitios de sutura proximal y distal de siete ratas en cada uno de los cuatro grupos se utilizó para inmunohistoquímica de fluorescencia. Los tejidos se tiñeron con P0 para evaluar la mielinización de los nervios regenerados y con neurofilamento pesado (NFH) para evaluar los axones de los nervios regenerados. Luego se resecaron los nervios ciáticos regenerados y se fijaron durante la noche en PFA al 4% diluido en PBS 0,1 M. Luego, los nervios se deshidrataron con 10% de sacarosa durante la primera noche y 30% de sacarosa durante la noche siguiente. Los tubos de silicona se cortaron y retiraron antes de su fijación con PFA al 4%. Las muestras de nervios regenerados fijados se incrustaron y congelaron en el compuesto de temperatura de corte óptima Tissue-Tek (Sakura Finetech Co., Tokio, Japón). Las muestras congeladas se cortaron axialmente hasta un espesor de 10 μm utilizando un criostato S CM3050 (Leica Microsystems GmbH, Wetzlar, Alemania). Los portaobjetos se enjuagaron con PBS 0,1 M para eliminar los compuestos, se secaron durante 30 minutos y luego se bloquearon con tampón de bloqueo durante 1 hora a temperatura ambiente. Los tejidos se incubaron durante la noche a 4 °C en una solución que contenía P0 como anticuerpo primario. Los tejidos se enjuagaron con PBS 0,1 M y se incubaron con los anticuerpos secundarios durante 1 hora a temperatura ambiente. Las muestras se observaron bajo un microscopio de fluorescencia, BZ9000 (Keyence, Osaka, Japón). Los campos que contienen axones en regeneración se analizaron automáticamente utilizando ImageJ (Institutos Nacionales de Salud) para determinar el número de axones regenerados, áreas positivas para P0 y áreas positivas para NFH.

Doce semanas después del trasplante, las porciones centrales del nervio regenerado de las ratas restantes no seleccionadas para la inmunotinción se utilizaron para la tinción con azul de toluidina y la observación con microscopio electrónico (EM), como se describió anteriormente34. Se incluyeron tres ratas de cada uno de los cuatro grupos. Brevemente, los tejidos se seccionaron y se fijaron en glutaraldehído al 2,5% en tampón fosfato (PB) 0,1 M (pH 7,4) a 4 °C durante 24 h. Después de la fijación en OsO4 al 1% durante 2 h, los tejidos se deshidrataron paso a paso con etanol, acetona y n-butil glicidil éter (QY-1). A partir de entonces, la concentración de Epon se aumentó gradualmente con QY-1 y, finalmente, hasta Epon 100%. Después de 72 h a 60 °C para mejorar la polimerización con tejidos puros incluidos en Epon, se tiñeron secciones semifinas (de 1 μm de espesor) con azul de toluidina al 0,1% durante 7 minutos y se tomaron imágenes con BZ9000 (Keyence, Osaka, Japón). El área total del axón se calculó de forma semiautomática mediante tinción con azul de toluidina con el software de análisis BZ-9000.

Se prepararon secciones ultrafinas (espesor de 70 nm) del nervio ciático regenerado axial de la misma muestra para la tinción con azul de toluidina en rejillas de cobre y obleas de silicio utilizando un ultramicrótomo (Leica UC7, Leica Microsystems GmbH). Luego, las secciones se tiñeron con acetato de uranilo y citrato de plomo durante 10 minutos y luego se observaron bajo microscopía electrónica de transmisión (JEM-1400Plus, JEOL Ltd., Tokio, Japón) y microscopía electrónica de barrido (multiSEM505, Zeiss). Para el análisis cuantitativo del crecimiento axonal y la remielinización, la relación G, el número de axones mielinizados, el área total de los axones, el diámetro interior (ID) y el diámetro exterior (OD) del axón mielinizado y el espesor de la mielina ([OD-ID]/2) de todos los axones mielinizados se calcularon semiautomáticamente utilizando el programa de software MyelTracer (https://github.com/HarrisonAllen/MyelTracer)35. Los parámetros se midieron en siete cortes seleccionados al azar de 2000 imágenes EM ampliadas en cada muestra.

Los datos se presentaron como media ± error estándar de la media. La normalidad de la distribución de los datos se confirmó mediante la prueba de Shapiro-Wilk. Las pruebas estadísticas se realizaron utilizando un método de análisis de varianza unidireccional y se realizó la prueba de Levene para evaluar la homocedasticidad. Las variables con varianza uniforme y no uniforme se analizaron utilizando el método HSD de Tukey y el método de Games-Howell, respectivamente. Todos los análisis estadísticos se realizaron con SPSS 28.0 (IBM Corp., Armonk, NY, EE. UU.). Los valores se consideraron estadísticamente significativos en P <0,05.

La mayoría de las células cultivadas fueron positivas para S-100 y SOX-10, y pocas células fueron positivas para Thy-1. Los resultados indicaron que las células cultivadas eran SC (Fig. 2). Para examinar la supervivencia de las SC cultivadas después del trasplante, se realizó el rastreo de células en los grupos CCN+ y silicona+ utilizando IVIS. Aunque IVIS mostró SC encapsuladas que sobrevivieron en el CCN inmediatamente después de la encapsulación, IVIS a las 4 semanas después del trasplante no mostró supervivencia en el grupo CCN + (Fig. 3a, b).

Característica de las células cultivadas. Tinción inmunohistoquímica de células cultivadas para anticuerpos anti-S-100, anti-SOX-10 y anti-Thy-1, contrateñidas con Hoechst. Casi todas las células cultivadas expresan los marcadores de células de Schwann S-100 y SOX-10 pero no expresan el marcador de fibroblastos Thy-1.

Seguimiento de la bioluminiscencia de células trasplantadas. ( a ) Imágenes de bioluminiscencia del CCN encapsulado en células cultivadas y la rata en el grupo CCN + 4 semanas después del trasplante. La luminiscencia desaparece a las 4 semanas después del trasplante. (b) Análisis cuantitativo del recuento de fotones de células trasplantadas del CCN encapsulado en células cultivadas antes del trasplante y del grupo CCN+ 4 semanas después del trasplante.

La restauración funcional motora se evaluó calculando el SFI utilizando huellas de caminata. El grupo auto mostró el valor más alto, mientras que el grupo CCN+ mostró el segundo más alto entre 4 y 12 semanas después del trasplante. El valor medio del SFI a las 12 semanas después del trasplante en el grupo auto (- 50,5 ± 1,9) fue significativamente mayor que el de todos los demás grupos (grupo CCN+: - 69,1 ± 1,7, P < 0,01; grupo CCN-: - 82,4 ± 3,0, P < 0,01; grupo silicona+: − 80,8 ± 1,7, P < 0,01). El valor medio de SFI en el grupo CCN+ fue significativamente mayor que el de los grupos CCN- (P <0,01) y silicona+ (P <0,01). El valor medio de SFI en el grupo CCN- no fue significativamente diferente del del grupo silicona+ (P = 0,95) (Fig. 4).

SFI para evaluación funcional motora. El análisis de la trayectoria de caminata muestra que los valores de SFI en el grupo CCN+ son significativamente más altos que los de los grupos CCN- y silicona+ a las 12 semanas después del trasplante. Sin embargo, las diferencias en los grupos CCN- y silicona+ no fueron estadísticamente significativas. Estos resultados indican que CCN promueve la recuperación funcional motora, que se mejora aún más con la encapsulación de SC.

Los nervios ciáticos regenerados se fijaron y se observaron para determinar la recuperación histológica 12 semanas después del trasplante. Los CCN trasplantados se cubrieron con tejido fibroso y el propio CCN permaneció, mientras que 2 de cada 10 ratas en el grupo de silicona + no mostraron regeneración nerviosa en el tubo (Fig. 5a). Las imágenes de tinción con azul de toluidina de las secciones axiales demostraron regeneración axonal en todos los grupos (Fig. 5b). El análisis cuantitativo del área axonal de las imágenes teñidas con azul de toluidina reveló que el área axonal media del grupo auto (48.356,5 ± 6267,1 μm2) mostró un recrecimiento de axones significativamente mayor (grupo CCN+: 23.587,9 ± 8521,9 μm2, P = 0,12; CCN- grupo: 17.070,6 ± 8531,9 μm2, P = 0,044; grupo silicona+: 17.520,8 ± 6862,3 μm2, P = 0,048). El área en el grupo CCN+ fue mayor que en los grupos CCN− (P = 0,90) y silicona+ (P = 0,91), pero la diferencia no fue estadísticamente significativa (Fig. 5c).

Regeneración nerviosa mejorada por CCN con SC. (a) Imágenes representativas de nervios ciáticos regenerados 12 semanas después del trasplante. El CCN trasplantado en los grupos CCN+ y CCN− permanece, a pesar de la aparición de bioabsorción. (b) La tinción con azul de toluidina en las secciones axiales centrales revela fibras nerviosas regeneradas en todos los grupos. (c) Análisis cuantitativo del área axonal de las fibras nerviosas regeneradas (área axonal = área de sección transversal × densidad de axones). El grupo CCN+ tiene un valor de área axonal más alto que los grupos CCN- y silicona+, pero la diferencia entre los tres grupos no es significativa.

Se realizó inmunohistoquímica de fluorescencia para evaluar el crecimiento axonal y la mielinización en los cuatro grupos (Fig. 6a). Se evaluaron cuantitativamente el número de axones regenerados, el área positiva para P0 y el área positiva para NFH. El grupo auto tuvo el mayor número de axones regenerados (24.143,9 ± 3350,4) (grupo CCN+: 15.783,1 ± 1461,4, P = 0,18; grupo CCN−: 8764,0 ± 1131,6, P = 0,012; grupo silicona+: 9939,6 ± 1000,5, P = 0,019 ) . El número de axones regenerados en el grupo CCN+ fue significativamente mayor que en el grupo CCN− (P = 0,013) y silicona+ (P = 0,035). No hubo diferencias significativas entre los grupos CCN− y silicona+ (P = 0,86) (Fig. 6b). El grupo auto tuvo el área positiva P0 más grande (179.505,5 ± 9205,0 μm2) (grupo CCN+: 118.803,7 ± 8195,7 μm2, P < 0,01; grupo CCN−: 70.076,111.270,1 μm2, P < 0,01; grupo silicona+: 73.628,1 ± 595 5,5 µm2, P < 0,01). El área P0 positiva en el grupo CCN+ fue significativamente mayor que en el grupo CCN− (P < 0,01) y silicona+ (P = 0,018), mientras que no hubo diferencias significativas entre los grupos CCN− y silicona+ (P = 0,99). ) (Figura 6c). De manera similar, el grupo de automóviles tuvo el área positiva para NFH más grande (96.027,5 ± 11.634,4 μm2) (grupo CCN+: 56.634,8 ± 5621,0 μm2, P = 0,45; grupo CCN−: 38.524,0 ± 6280,4 μm2, P = 0,012; grupo de silicona+: 39.138,9 ± 4053.3 µm2, P = 0,031). El área positiva para NFH en el grupo CCN+ fue mayor que en los grupos CCN− (P = 0,25) y silicona+ (P = 0,39), pero la diferencia no fue estadísticamente significativa. No hubo diferencias significativas entre los grupos CCN− y silicona+ (P = 0,99) (Fig. 6d).

Promovió el crecimiento axonal y la remielinización por CCN con SC. ( a ) Imágenes representativas de tinción inmunohistoquímica para anticuerpos anti-P0 y anti-NFH, contrateñidas con Hoechst, 12 semanas después del trasplante. (b) Número de axones regenerados, (c) área positiva para P0, (d) área positiva para NFH. *P<0,05. Análisis cuantitativo de la inmunofluorescencia de corte axial. El número de axones regenerados y el área positiva para P0 en el grupo CCN+ es significativamente mayor que en los grupos CCN− y silicona+, pero no hay diferencias significativas entre los grupos CCN− y silicona+. Estos resultados indican que el CCN encapsulado en SC promueve el crecimiento axonal y la remielinización de los axones regenerados.

Para la evaluación cuantitativa, se calculó la relación G, el número de axones mielinizados, el área total de los axones, la ID y la DO del axón mielinizado y el espesor de la mielina mediante análisis de microscopía electrónica (Fig. 7). El índice G promedio en el grupo CCN+ fue de 0,67 ± 0,049; grupo CCN−, 0,70 ± 0,051; grupo silicona+, 0,71 ± 0,020; y grupo automático, 0,59 ± 0,025. La laminilla de mielina fue significativamente más gruesa en el grupo CCN+ que en los grupos CCN− (P = 0,027) y silicona+ (P = 0,018), mientras que no hubo diferencias significativas entre el grupo CCN− y el grupo silicona+ (P = 0,99). El grupo auto mostró la mielinización más espesa (grupo CCN+, P <0,01; grupo CCN−, P <0,01; y grupo silicona+, P <0,01). El número promedio de axones mielinizados en el grupo CCN+ fue 240,3 ± 9,3; grupo CCN−, 209,7 ± 8,1; grupo silicona+, 187,0 ± 1,7; y grupo auto, 291 ± 12,9 (CCN+ vs. CCN−: P = 0,15; CCN+ vs. silicona+: P = 0,013; CCN− vs. silicona+: P = 0,34; auto vs. CCN+: P = 0,017; auto vs. CCN −: P < 0,01; auto frente a silicona+ P < 0,01). El área total de axones en el grupo CCN+ fue de 1491,2 ± 116,1 μm2; grupo CCN−, 1.243,9 ± 42,9 μm2; grupo silicona+, 1141,1 ± 34,1 μm2; y grupo auto, 2200,8 ± 121,7 μm2 (CCN+ vs. CCN−: P = 0,27; CCN+ vs. silicona+: P = 0,088; CCN− vs. silicona+: P = 0,84; auto vs. CCN+: P = 0,02; auto vs. CCN-: P < 0,01; auto frente a silicona+: P < 0,01). El ID promedio en el grupo CCN+ fue de 2,7 ± 0,14 μm; grupo CCN−, 2,6 ± 0,12 μm; grupo silicona+, 2,6 ± 0,070 µm; y grupo auto, 2,9 ± 0,25 μm (CCN+ vs. CCN−: P = 0,53; CCN+ vs. silicona+: P = 0,67; CCN− vs. silicona+: P = 0,99; auto vs. CCN+: P = 0,011; auto vs. CCN-: P = 0,02; auto frente a silicona+ P = 0,03). La DO en el grupo CCN+ fue de 4,0 ± 0,36 μm; grupo CCN−, 3,7 ± 0,10 μm; grupo silicona+, 3,7 ± 0,13 µm; y grupo auto, 4,9 ± 0,037 μm (CCN+ vs. CCN−: P = 0,018; CCN+ vs. silicona+: P = 0,027; CCN− vs. silicona+: P = 0,99; auto vs. CCN+: P < 0,01; auto vs. CCN-: P < 0,01; auto frente a silicona+: P < 0,01). El espesor de mielina en el grupo CCN+ fue de 0,64 ± 0,049 μm; grupo CCN−, 0,52 ± 0,049 μm; grupo silicona+, 0,53 ± 0,020 μm; y grupo auto, 0,99 ± 0,019 μm (CCN+ vs. CCN−: P = 0,016; CCN+ vs. silicona+: P = 0,02; CCN− vs. silicona+: P = 0,99; auto vs. CCN+: P < 0,01; auto vs. CCN-: P < 0,01; auto frente a silicona+: P < 0,01).

Mielinización activa detectada por microscopía electrónica. ( a ) Imágenes representativas de microscopía electrónica en las secciones axiales centrales de todos los grupos a las 12 semanas después del trasplante. (b) Diagrama de dispersión de la relación G y el diámetro del axón en cada grupo. Puntos naranjas: grupo CCN+; puntos grises: grupo CCN−; puntos azules: grupo silicona+; puntos verdes: grupo automático. Análisis cuantitativo de (c) relación G, (d) número de axones mielinizados, (e) área total de axones, (f) diámetro interno (ID) de axones mielinizados, (g) diámetro externo (OD) de axones mielinizados, y (h) espesor de mielina ([OD-ID]/2). *P<0,05. Análisis cuantitativo del EM en los cuatro grupos. La relación G, la DO de los axones mielinizados y el espesor de la mielina en el grupo CCN+ son significativamente más altos que los de los grupos CCN− y silicona+, pero no hay diferencias significativas entre los grupos CCN− y silicona+. Estos resultados indican que los axones mielinizados en el grupo CCN+ tienen mielina más espesa que los de los grupos CCN- y silicona+ y que el CCN encapsulado en SC promueve la remielinización de los axones regenerados.

El estudio actual muestra que los CCN encapsulados en SC promueven mejor la recuperación histológica y funcional motora que el propio CCN o los tubos de silicona encapsulados en SC, aunque el autoinjerto sigue siendo superior. Histológicamente, los CCN encapsulados en SC promueven el recrecimiento axonal, como lo indican los análisis EM y el análisis de inmunofluorescencia del área positiva para NFH. Además, los análisis EM y el análisis de inmunofluorescencia del área positiva para P0 mostraron que la remielinización de los axones regenerados también aumenta en los CCN encapsulados en SC. Aunque el análisis IVIS mostró que las SC injertadas no sobrevivieron más de 4 semanas después del trasplante, contribuyeron a la regeneración de los nervios periféricos.

Los SC desempeñan varias funciones esenciales en la regeneración nerviosa. Los SC forman la vía de regeneración nerviosa en el sitio de la lesión nerviosa, conocida como banda de Bungner36, y secretan varios factores para desarrollar la regeneración nerviosa. En la etapa inicial de la lesión del nervio periférico, las SC liberan citocinas, como la interleucina-6 y el factor inhibidor de la leucemia, que atraen macrófagos al nervio e inducen la regeneración axonal en las neuronas37,38. Además, las SC liberan varios factores de crecimiento neurotróficos, como GDNF, NGF, factor neurotrófico derivado del cerebro y neurotrofina-3, que promueven el alargamiento axonal y la supervivencia de las neuronas39. Además, los exosomas derivados de SC se utilizan para la regeneración de nervios periféricos en estudios con animales. Los exosomas son nanovesículas de 50 a 100 nm de diámetro que se ha demostrado que median en la comunicación intercelular40,41. Los exosomas derivados de SC son mediadores que estimulan el alargamiento axonal, y se ha descubierto que la inyección directa de exosomas derivados de SC después de una lesión por aplastamiento del nervio ciático de rata in vivo estimula la regeneración axonal42. Por lo tanto, debido a que las SC son fundamentales para la regeneración nerviosa, se espera que la combinación de un conducto nervioso artificial sin componentes celulares y el trasplante de SC mejoren los resultados de la lesión del nervio periférico43.

Estudios anteriores en los que las SC estaban incrustadas en conductos nerviosos demostraron que las SC trasplantadas promovían la remielinización y la revascularización mediante la reconstrucción de la microvasculatura, lo que resultaba en una recuperación funcional motora43,44,45. Las condiciones hipóxicas en el tubo afectan negativamente la migración SC del huésped y la regeneración de tejidos, limitando la capacidad de los conductos nerviosos acelulares para mejorar el daño funcional46. Sin embargo, la combinación con el trasplante SC mejora la densidad de los microvasos en el tejido nervioso regenerado, lo que sugiere que el SC trasplantado podría estimular la angiogénesis de los tejidos nerviosos regenerados y mejorar la oxigenación del conducto nervioso artificial44,45. En nuestro estudio, las SC encapsuladas en la capa interna de colágeno tuvieron una supervivencia corta y, por lo tanto, asumimos que afectaban los muñones nerviosos seccionados y la microvasculatura circundante solo en la fase inicial.

Anteriormente demostramos que CCN con SC atraía el alargamiento axonal de las neuronas in vitro29. En este estudio, aunque las SC trasplantadas no sobrevivieron más de 4 semanas después de la cirugía, ayudaron a promover la regeneración nerviosa, posiblemente mediante la secreción de citoquinas, factores de crecimiento neurotróficos y exosomas derivados de SC. Nuestros resultados respaldan que, aunque las SC trasplantadas no pueden sobrevivir mucho tiempo, el trasplante de células puede ser beneficioso para la regeneración nerviosa y la recuperación funcional. Aunque encapsulamos SC cultivadas del nervio ciático, el tipo de célula ideal para el trasplante sigue siendo controvertido. Uno de los problemas críticos en las aplicaciones clínicas es el suministro limitado de SC para cultivo y trasplante. Para resolver este problema, se han investigado en el campo de la lesión de los nervios periféricos células madre como las células madre neurales, las células madre mesenquimales, las células madre pluripotentes inducidas y las SC derivadas de estas células madre47. Se necesitan más estudios para dilucidar la fuente celular óptima y su diferenciación integrada en el CCN para optimizar la regeneración y la seguridad de los nervios.

Se requieren biocompatibilidad, bioabsorbibilidad y flexibilidad para los conductos nerviosos artificiales, y se han utilizado varios materiales biodegradables, incluidos colágeno, ácido poliglicólico (PGA), ácido poliláctico (PLA) y policaprolactona48. Aquí nos centramos en el quitosano, que tiene varias características beneficiosas para su uso como conducto nervioso artificial bioabsorbible. La lisozima sérica degrada completamente el quitosano in vivo, y la susceptibilidad del quitosano a la degradación por la lisozima es inversamente proporcional al grado de des-N-acetilación del quitosano49. Además, a diferencia del PGA y el PLA, el quitosano tiene efectos positivos sobre la regeneración nerviosa durante la degradación in vivo y no tiene efectos adversos (p. ej., disminución del pH o reacción inflamatoria a cuerpo extraño)11,12,50. El quitooligosacárido (COS), un producto de degradación del quitosano, promueve la regeneración de los axones estimulando la división SC e inhibiendo la apoptosis11,12. COS también disminuye la actividad del malondialdehído y aumenta la actividad de la superóxido dismutasa, lo que previene el estrés oxidativo en las SC51,52. De manera similar, el dolor neuropático asociado con el neuroma postraumático puede causar lesión del nervio periférico. En este sentido, cubrir el sello proximal del nervio seccionado con quitosano reduce la formación de neuroma postraumático y dolor neuropático adicional; por ello, las investigaciones se han centrado en el quitosano y su capacidad para prevenir el neuroma postraumático53.

Sin embargo, aunque el quitosano podría ser un material adecuado para conductos nerviosos artificiales, un conducto nervioso artificial de quitosano monocapa carece de soporte celular dentro de los tubos54. Para superar este inconveniente, proponemos un conducto nervioso artificial de hidrogel heterogéneo con una estructura de dos capas que consiste en una capa externa de hidrogel de quitosano y una capa interna de hidrogel de colágeno, que puede encapsular células en la capa interna para promover la regeneración del nervio periférico con células. soportes29. Anteriormente informamos que un conducto encapsulado en SC estimulaba el alargamiento del axón in vitro29. Además de su capacidad para encapsular células, nuestro CCN tiene muchos otros beneficios. En primer lugar, la facilidad de la fabricación en dos pasos es una ventaja significativa. Es esencial injertar un conducto nervioso artificial del tamaño adecuado para las lesiones de los nervios periféricos46. Por lo tanto, una de las ventajas es el fácil control de los diámetros interior y exterior del CCN cambiando el tamaño de la varilla y el tubo de vidrio29. Además, se pueden preparar previamente tubos huecos de quitosano gracias a la fabricación en dos pasos, y las células trasplantadas se pueden encapsular en la capa interna justo antes de la cirugía29. Esta fabricación fácil y rápida permite el trasplante de nervios artificiales que contienen células para aplicaciones clínicas29.

Además, nuestro CCN puede ajustar la tasa de degeneración29. Aunque aún no se comprende completamente la tasa de degeneración óptima de un conducto nervioso artificial55, el tiempo necesario para la regeneración nerviosa depende de la ubicación y la longitud del defecto nervioso56. Controlar la desacetilación del quitosano, la concentración de la solución de quitosano y el tamaño del CCN permitiría ajustar la tasa de degeneración del CCN para cada caso29. En este estudio, injertamos CCN en modelos de ratas con defectos del nervio ciático y, 3 meses después de la operación, todavía se observaba la capa de quitosano residual fuera de las fibras nerviosas regeneradas en todas las muestras de CCN+ y CCN-. El grupo CCN+ mostró una recuperación histológica y funcional superior al grupo silicona+, lo que respalda que los CCN encapsulados en SC podrían ser un conducto nervioso híbrido factible. Mientras tanto, la regeneración nerviosa no fue significativamente diferente entre los grupos CCN- y silicona+. Este resultado implica la necesidad de encapsulación celular para CCN, aunque se deben evaluar y comparar varias células además de SC. Por lo tanto, se justifica realizar más investigaciones para dilucidar las células óptimas para el trasplante y la eficacia del propio CCN.

Este estudio tiene algunas limitaciones. Primero, el tamaño de la muestra fue pequeño para análisis histológicos completos. En segundo lugar, la evaluación histológica se evaluó sólo en secciones axiales en el centro del sitio del puente nervioso de manera similar a los estudios anteriores14,26,27,46,57,58. La evaluación de las secciones axiales en los diferentes niveles (proximal y distal) o las secciones sagitales sería más valiosa, aunque simplificamos el sitio de la sección para mitigar errores técnicos y estandarizar la calidad de la muestra. Además, este estudio no confirmó totalmente la infección SC con ffLuc, que podría rastrearse después del trasplante utilizando IVIS. Por lo tanto, existe la posibilidad de que algunas SC que no fueron infectadas con ffLuc sobrevivieran más de 4 semanas después del trasplante, y la duración exacta durante la cual las CCN encapsuladas en SC sobrevivieron in vivo aún no está clara. Finalmente, utilizamos ratas SD exógenas para el trasplante en este estudio debido a su accesibilidad y costo. Estudios anteriores han demostrado que la mayoría de las SC trasplantadas en ratas SD permanecieron viables durante algunas semanas45, e incluso el trasplante alogénico de SC promovió la regeneración de los nervios periféricos59. Sin embargo, no se puede descartar la posibilidad de que exista una reacción inmune que impida la supervivencia y la proliferación de las SC trasplantadas. Si se utilizaran ratas Lewis en lugar de ratas SD o se administraran inmunosupresores, las células trasplantadas podrían sobrevivir más tiempo y su eficacia podría aumentar60,61.

En conclusión, el trasplante de CCN encapsulados en SC mejoró la recuperación funcional histológica y motora en un modelo de defecto del nervio ciático en rata. Los CCN encapsulados en SC ejercen un efecto sinérgico sobre la regeneración de los nervios periféricos, especialmente sobre el crecimiento axonal y la remielinización de los SC del huésped. En la fase temprana después del trasplante, las SC encapsuladas en la capa interna de CCN tienen un impacto positivo en la recuperación funcional. Por lo tanto, el uso de CCN encapsulados en SC puede ser un enfoque prometedor para defectos masivos de los nervios periféricos.

Todos los datos analizados durante este estudio están disponibles del autor correspondiente previa solicitud razonable.

Sunderland, S. Factores que influyen en el curso de la regeneración y la calidad de la recuperación después de la sutura nerviosa. Cerebro 75, 19–54 (1952).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Griffin, JW, Hogan, MV, Chhabra, AB & Deal, DN Reparación y reconstrucción de nervios periféricos. J. Hueso Jt. Cirugía. Soy. 95, 2144-2151 (2013).

Artículo de Google Scholar

Rinker, B. & Vyas, KS Aplicaciones clínicas de autoinjertos, conductos y aloinjertos en la reparación de defectos nerviosos en la mano: pautas actuales. Clínico. Plast. Cirugía. 41, 533–550 (2014).

Artículo PubMed Google Scholar

Ehretsman, RL, Novak, CB y Mackinnon, SE Recuperación subjetiva del sitio donante del injerto nervioso. Ana. Plast. Cirugía. 43, 606–612 (1999).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Ijpma, FF, Nicolai, JP & Meek, MF Morbilidad del sitio donante del nervio sural: treinta y cuatro años de seguimiento. Ana. Plast. Cirugía. 57, 391–395 (2006).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Schmidt, CE & Leach, JB Ingeniería de tejidos neuronales: estrategias de reparación y regeneración. Año. Rev. Biomed. Ing. 5, 293–347 (2003).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Silva, TH y cols. Materiales de origen marino: Una revisión sobre polímeros y cerámicas de interés biomédico. En t. Madre. Rev. 57, 276–306 (2012).

Artículo CAS Google Scholar

Freier, T., Montenegro, R., Shan Koh, H. y Shoichet, MS Tubos a base de quitina para ingeniería de tejidos en el sistema nervioso. Biomateriales 26, 4624–4632 (2005).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Baldrick, P. La seguridad del quitosano como excipiente farmacéutico. Regul. Toxico. Farmacéutico. 56, 290–299 (2010).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Boecker, A., Daeschler, SC, Kneser, U. y Harhaus, L. Relevancia y desarrollos recientes del quitosano en la cirugía de nervios periféricos. Frente. Celúla. Neurociencias. 13, 104 (2019).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Zhou, S., Yang, Y., Gu, X. y Ding, F. Los chitooligosacáridos protegen las neuronas cultivadas del hipocampo contra la neurotoxicidad inducida por glutamato. Neurociencias. Letón. 444, 270–274 (2008).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Huang, HC y cols. Los quitooligosacáridos atenúan el daño oxidativo celular inducido por Cu2+ y la apoptosis celular que implica la activación de Nrf2. Neurotox. Res. 27, 411–420 (2015).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Wei, X., Lao, J. & Gu, YD Puente sobre el defecto del nervio periférico con una película de quitosano-colágeno. Mentón. J. Traumatol. 6, 131-134 (2003).

PubMed Google Académico

Zhu, C. y col. Andamios de quitosano/seda modificados con matriz acelular generada por células de Schwann, precursores derivados de la piel, para cerrar la brecha del nervio ciático de ratas. Neurociencias. Res. 135, 21–31 (2018).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Neubrech, F. y col. Tubo nervioso de quitosano para la reparación primaria de lesiones nerviosas sensoriales traumáticas de la mano sin espacio: protocolo de estudio para un ensayo controlado aleatorio. Ensayos 17, 48 (2016).

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Agnew, SP & Dumanian, GA Uso técnico de conductos sintéticos para reparación de nervios. J. Cirugía de la mano. Soy. 35, 838–841 (2010).

Artículo PubMed Google Scholar

Singh, VK, Haq, A., Tiwari, M. y Saxena, AK Enfoque para el tratamiento de las lagunas nerviosas en las lesiones de los nervios periféricos. Lesión 53, 1308-1318 (2022).

Artículo PubMed Google Scholar

Lundborg, G., Longo, FM & Varon, S. Modelo de regeneración nerviosa y factores tróficos in vivo. Res. cerebral. 232, 157-161 (1982).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Gillen, C., Gleichmann, M., Spreyer, P. y Müller, HW Genes expresados diferencialmente después de una lesión de nervio periférico. J. Neurosci. Res. 42, 159-171 (1995).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Gu, X., Thomas, PK y King, RH Quimiotropismo en la regeneración nerviosa estudiado en cultivo de tejidos. J. Anat. 186, 153-163 (1995).

PubMed PubMed Central Google Académico

Wang, X. y col. Regeneración del nervio ciático en perros a través de un defecto de 30 mm puenteado por un injerto de nervio artificial de quitosano/PGA. Cerebro 128, 1897-1910 (2005).

Artículo PubMed Google Scholar

Wu, H., Liu, J., Fang, Q., Xiao, B. y Wan, Y. Establecimiento de gradientes de factor de crecimiento nervioso en fibras alineadas de alginato de quitosano-polilactida para aplicaciones de ingeniería de tejido neural. Surf de coloides. B Biointerfaces. 160, 598–609 (2017).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Sun, W. y col. El efecto del NGF-beta de unión a colágeno sobre la promoción de la regeneración del nervio ciático en un modelo de lesión por aplastamiento del nervio ciático en rata. Biomateriales 30, 4649–4656 (2009).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Chen, ZY, Chai, YF, Cao, L., Lu, CL y He, C. El factor neurotrófico derivado de la línea celular glial mejora la regeneración axonal después de la sección del nervio ciático en ratas adultas. Res. cerebral. 902, 272–276 (2001).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Meyer, C. y col. Regeneración de nervios periféricos a través de conductos de quitosano enriquecidos con hidrogel que contienen células de Schwann diseñadas para la administración de fármacos. Trasplante de células. 25, 159–182 (2016).

Artículo PubMed Google Scholar

Mimura, T., Dezawa, M., Kanno, H., Sawada, H. y Yamamoto, I. Regeneración de nervios periféricos mediante trasplante de células de Schwann derivadas de células estromales de médula ósea en ratas adultas. J. Neurocirugía. 101, 806–812 (2004).

Artículo PubMed Google Scholar

Kimura, H. y col. Las células madre purificadas a partir de células similares a crestas neurales derivadas de células madre pluripotentes inducidas por humanos promueven la regeneración de los nervios periféricos. Ciencia. Rep. 8, 10071 (2018).

Artículo ADS PubMed PubMed Central Google Scholar

Itai, S., Tajima, H. & Onoe, H. Dispositivo de microtubos de colágeno perfusible de doble capa para cultivo de células heterogéneas. Biofabricación 11, 015010 (2018).

Artículo ADS PubMed Google Scholar

Itai, S. y col. Conducto de guía nerviosa híbrido de hidrogel de quitosano y colágeno encapsulado en células para la regeneración de nervios periféricos. Biomédica. Microdispositivos. 22, 81 (2020).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Morrissey, TK, Kleitman, N. & Bunge, RP Aislamiento y caracterización funcional de células de Schwann derivadas de nervio periférico adulto. J. Neurosci. 11, 2433–2442 (1991).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Meijs, MF et al. El factor de crecimiento de fibroblastos básico promueve la supervivencia neuronal pero no la recuperación del comportamiento en la médula espinal torácica de rata transectada y con células de Schwann implantadas. J. Neurotrauma. 21, 1415-1430 (2004).

Artículo PubMed Google Scholar

Hara-Miyauchi, C. et al. Sistema bioluminiscente para obtener imágenes dinámicas del comportamiento celular y animal. Bioquímica. Biofísica. Res. Comunitario. 419, 188-193 (2012).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Inserra, MM, Bloch, DA & Terris, DJ Índices funcionales para lesiones del nervio ciático, peroneo y tibial posterior en el ratón. Microcirugía 18, 119-124 (1998).

3.0.CO;2-0" data-track-action="article reference" href="https://doi.org/10.1002%2F%28SICI%291098-2752%281998%2918%3A2%3C119%3A%3AAID-MICR10%3E3.0.CO%3B2-0" aria-label="Article reference 33" data-doi="10.1002/(SICI)1098-2752(1998)18:23.0.CO;2-0">Artículo CAS PubMed Google Scholar

Shibata, S. y col. Microscopía inmunoelectrónica e hibridación in situ con microscopía electrónica para visualizar cuerpos de biogénesis de ARNpi en ovarios de drosophila. Métodos Mol. Biol. 1328, 163-178 (2015).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Kaiser, T. y col. MyelTracer: un software semiautomático para la cuantificación del índice G de mielina. eNeuro. 8, ENEURO.0558-20.2021 (2021).

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Stoll, G. & Müller, HW Lesión nerviosa, degeneración axonal y regeneración neuronal: conocimientos básicos. Patol cerebral. (Zur. Suiza) 9, 313–325 (1999).

Artículo CAS Google Scholar

Bauer, S., Kerr, BJ y Patterson, PH La familia de citocinas neuropoyéticas en el desarrollo, la plasticidad, las enfermedades y las lesiones. Nat. Rev. Neurociencias. 8, 221–232 (2007).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Rotshenker, S. Degeneración walleriana: la respuesta inmune innata a la lesión nerviosa traumática. J. Neuroinflamación. 8, 109 (2011).

Artículo CAS Google Scholar

Jessen, KR & Mirsky, R. La célula reparadora de Schwann y su función en la regeneración de nervios. J. Physiol. 594, 3521–3531 (2016).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Théry, C., Ostrowski, M. & Segura, E. Vesículas de membrana como transportadoras de respuestas inmunitarias. Nat. Rev. Immunol. 9, 581–593 (2009).

Artículo PubMed Google Scholar

Khalyfa, A. & Gozal, D. MiARN exosomales como posibles biomarcadores de riesgo cardiovascular en niños. J. Transl. Medicina. 12, 162 (2014).

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Lopez-Verrilli, MA, Picou, F. & Court, FA Los exosomas derivados de células de Schwann mejoran la regeneración axonal en el sistema nervioso periférico. Glia 61, 1795–1806 (2013).

Artículo PubMed Google Scholar

Vallejo, FA et al. Revisión sistemática del uso terapéutico de las células de Schwann en la reparación de lesiones de nervios periféricos: avances desde los estudios en animales hasta los ensayos clínicos. Frente. Celúla. Neurociencias. 16, 929593 (2022).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Liu, Z. y col. Un andamio nanocompuesto magnéticamente sensible combinado con células de Schwann promueve la regeneración del nervio ciático tras la exposición al campo magnético. En t. J. Nanomed. 12, 7815–7832 (2017).

Artículo CAS Google Scholar

Ma, T. y col. El portador de oxígeno en las fibras núcleo-cubierta sintetizadas mediante electrohilado coaxial mejora la supervivencia de las células de Schwann y la regeneración nerviosa. Teranóstica. 10, 8957–8973 (2020).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Wang, Y. et al. Un portador de oxígeno sintético en matrices de fibrina promueve la regeneración del nervio ciático en ratas. Acta Biomater. 9, 7248–7263 (2013).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Su, Q. et al. Terapias basadas en células de Schwann diseñadas para la reconstrucción de nervios periféricos lesionados. Frente. Celúla. Neurociencias. 16, 865266 (2022).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Muheremu, A. & Ao, Q. Pasado, presente y futuro de los conductos nerviosos en el tratamiento de la lesión de los nervios periféricos. Res. BioMed. En t. 2015, 237507 (2015).

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Tomihata, K. & Ikada, Y. Degradación in vitro e in vivo de películas de quitina y sus derivados desacetilados. Biomateriales 18, 567–575 (1997).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Meek, MF, Coert, JH y la Administración de Medicamentos y Alimentos de EE. UU. Conductos nerviosos absorbibles aprobados por Conformit Europe para la reparación clínica de nervios periféricos y craneales. Ana. Plast. Cirugía. 60, 466–472 (2008).

Zhao, Y. et al. Los productos de degradación del quitosano facilitan la regeneración de los nervios periféricos al mejorar los microambientes construidos por macrófagos. Biomateriales 134, 64–77 (2017).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

He, B., Tao, HY y Liu, SQ Efectos neuroprotectores del quitosano carboximetilado sobre la apoptosis inducida por peróxido de hidrógeno en células de Schwann. EUR. J. Farmacol. 740, 127-134 (2014).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Marcol, W. y col. Reducción del neuroma postraumático y la formación de cicatrices epineurales en el nervio ciático de rata mediante la aplicación de quitosano microcristalino. Microcirugía 31, 642–649 (2011).

Artículo PubMed Google Scholar

Rao, Z., Lin, Z., Song, P., Quan, D. y Bai, Y. Trasplante de células de Schwann basado en biomateriales y biomateriales derivados de células de Schwann para la regeneración nerviosa. Frente. Celúla. Neurociencias. 16, 926222 (2022).

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Harley, BA y cols. Tasa de degradación óptima de las cámaras de colágeno utilizadas para la regeneración de nervios periféricos en espacios largos. Células Tejidos Órganos 176, 153–165 (2004).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Forman, DS y Berenberg, RA La regeneración de los axones motores en el nervio ciático de la rata se estudió mediante marcaje con proteínas radiactivas transportadas axonalmente. Res. cerebral. 156, 213–225 (1978).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Hu, Y. et al. Conductos conductores de guía nerviosa basados en alas de mariposa morfo para reparación de nervios periféricos. ACS Nano 16(2), 1868–1879 (2022).

Artículo MathSciNet CAS PubMed Google Scholar

Onode, E. et al. Los conductos nerviosos bioabsorbibles recubiertos tridimensionalmente con células madre neurales/progenitoras pluripotentes inducidas por humanos promueven la regeneración de los nervios periféricos en ratas. Ciencia. Rep. 11(1), 4204 (2021).

Artículo ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Mosahebi, A., Fuller, P., Wiberg, M. y Terenghi, G. Efecto del trasplante alogénico de células de Schwann sobre la regeneración de los nervios periféricos. Exp. Neurol. 173, 213–223 (2002).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Bain, J.R. y col. El aloinjerto de nervio periférico: una curva dosis-respuesta en la rata inmunodeprimida con ciclosporina A. Plast. Reconst. Cirugía. 82, 447–457 (1988).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Bain, JR Nervio periférico y alotrasplante neuromuscular: estado actual. Microcirugía 20, 384–388 (2000).

3.0.CO;2-W" data-track-action="article reference" href="https://doi.org/10.1002%2F1098-2752%282000%2920%3A8%3C384%3A%3AAID-MICR7%3E3.0.CO%3B2-W" aria-label="Article reference 61" data-doi="10.1002/1098-2752(2000)20:83.0.CO;2-W">Artículo CAS PubMed Google Scholar

Descargar referencias

Nos gustaría agradecer al Dr. K. Okuyama y a la Sra. N. Moritoki por la preparación de muestras EM y a la Sra. T. Harada, la Sra. K. Yasutake, el Dr. T. Nishijima y los miembros del laboratorio del equipo de investigación de lesiones de la médula espinal. y del Departamento de Fisiología de la Facultad de Medicina de la Universidad de Keio por su ayuda en el cuidado y los experimentos con animales. Este trabajo fue apoyado por la Sociedad Japonesa para la Promoción de la Ciencia (JSPS), beca KAKENHI número JP20K18074 para HK, programa de investigación traslacional; Promoción estratégica para la aplicación práctica de Tecnología médica INnovadora (TR-SPRINT) de la Agencia Japonesa para la Investigación y el Desarrollo Médico (AMED), Japón, y Beca de la Fundación Keio Orthopaedic Hosoya No. 004.

Departamento de Cirugía Ortopédica, Facultad de Medicina de la Universidad de Keio, 35 Shinanomachi Shinjuku-Ku, Tokio, 160-8582, Japón

Hiroaki Takeya, Hiroo Kimura, Tsuyoshi Amemiya, Narihito Nagoshi, Takuji Iwamoto, Morio Matsumoto y Masaya Nakamura

Departamento de Ingeniería Mecánica, Facultad de Ciencia y Tecnología, Universidad de Keio, 3-14-1 Hiyoshi, Kohoku-Ku, Yokohama-Shi, Kanagawa, 223-8522, Japón

Shun Itai y Hiroaki Onoe

División de Ciencias Médicas, Escuela de Graduados en Ingeniería Biomédica, Universidad de Tohoku, 1-1 Seiryomachi, Aoba-Ku, Sendai, Miyagi, 980-8574, Japón

Shun Itai

División de Ingeniería de Sistemas Mecánicos Avanzados, Instituto de Ingeniería, Universidad de Agricultura y Tecnología de Tokio, 2-24-16 Nakacho, Koganei-Shi, Tokio, 184-8588, Japón

Yuta Kurashina

Instituto de Medicina Deportiva Integrada, Facultad de Medicina de la Universidad de Keio, 35 Shinanomachi Shinjuku-Ku, Tokio, Japón

Kazuki Sato

División de Anatomía Microscópica, Facultad de Ciencias Médicas y Dentales de la Universidad de Niigata, 1-757 Asahimachi-Dori, Chuo-Ku, Niigata, 951-8510, Japón

Shinsuke Shibata

También puedes buscar este autor en PubMed Google Scholar.

HT, SI y HK realizaron la mayoría de los experimentos. HT, SI, HK, YK, TA, KS y HO conceptualizaron el estudio y escribieron el manuscrito. SS realizó análisis EM. HT realizó experimentos in vivo. NN, TI, MM y MN apoyaron y ayudaron a escribir el manuscrito. Todos los autores han leído y aprobado el envío final de este artículo.

Correspondencia a Hiroo Kimura.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Springer Nature se mantiene neutral con respecto a reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.

Acceso Abierto Este artículo está bajo una Licencia Internacional Creative Commons Attribution 4.0, que permite el uso, compartir, adaptación, distribución y reproducción en cualquier medio o formato, siempre y cuando se dé el crédito apropiado a los autores originales y a la fuente. proporcione un enlace a la licencia Creative Commons e indique si se realizaron cambios. Las imágenes u otro material de terceros en este artículo están incluidos en la licencia Creative Commons del artículo, a menos que se indique lo contrario en una línea de crédito al material. Si el material no está incluido en la licencia Creative Commons del artículo y su uso previsto no está permitido por la normativa legal o excede el uso permitido, deberá obtener permiso directamente del titular de los derechos de autor. Para ver una copia de esta licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Reimpresiones y permisos

Takeya, H., Itai, S., Kimura, H. et al. El conducto nervioso de hidrogel de quitosano-colágeno encapsulado en células de Schwann promueve la regeneración del nervio periférico en modelos de defectos del nervio ciático en roedores. Informe científico 13, 11932 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-39141-2

Descargar cita

Recibido: 05 de abril de 2023

Aceptado: 20 de julio de 2023

Publicado: 24 de julio de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-39141-2

Cualquier persona con la que comparta el siguiente enlace podrá leer este contenido:

Lo sentimos, actualmente no hay un enlace para compartir disponible para este artículo.

Proporcionado por la iniciativa de intercambio de contenidos Springer Nature SharedIt

Al enviar un comentario, acepta cumplir con nuestros Términos y pautas de la comunidad. Si encuentra algo abusivo o que no cumple con nuestros términos o pautas, márquelo como inapropiado.